简化步骤，快速一体化免疫荧光实验方案

免疫荧光技术是在免疫学、生物化学和显微镜技术的基础上建立起来的一项技术。传统实验方法用小玻片，先泡酸、再晾干、再 coating、再种细胞、染色、封片成像。

本文章介绍新方法，我们将描述在通道载玻片内培养大鼠成纤维细胞（Rat1）的单个实验案例。然后，我们用AlexaFluor®488鬼笔环肽染色F-肌动蛋白细胞骨架，并用DAPI对细胞核进行复染。

该实验包括四个主要步骤：

1.培养：

• 在无菌条件下打开 μ-Slide Ⅵ 0.4、ibiTreat（80606）的包装，并将其放置在μ-Slide架（80003）上。

• 在每个通道中加入 30 μl 3×105细胞ml/大鼠成纤维细胞（Rat1）细胞悬液。如下图或我们的网站上所示，直接将移液器加入通道。

• 用随附的盖子盖住

• 将载玻片放入培养箱（37℃；5%CO2）培养并让细胞附着（60分钟）。然后用60μl无细胞培养基填充两个通道口。

• 孵育过夜。

2固定和透化：

固定：

• 使用细胞培养抽吸装置从所有通道口中吸出培养基。用 Dulbecco PBS 洗涤细胞，方法是将200 μl 缓慢加入每个通道的一个空通道口，并从每个通道的相对通道口吸出。不要吸出整个通道体积。

• 用约 100 μl 3.7% 多聚甲醛的PBS固定细胞。20分钟后，通过用 200 μl PBS 填充一孔并从另一孔中吸出来冲洗通道内的液体；确保通道永不干涸。

透化和封闭：

• 如上所述，用200 μl PBS 再次洗涤细胞

• 在 PBS 中用 ~100 μl 0.1% Triton® X-100 3-5 分钟

• 用 PBS 洗涤细胞

• 用 ~100 μl 封闭溶液（PBS中的 1% BSA）20分钟

• 用 PBS 洗涤细胞

3.染色：

• 使用抽吸装置从通道中取出所有液体。不要让通道变干。

• 吸液后立即加入30 µl Alexa Fluor® 488 鬼笔环肽（在 200 µl PBS 和 1% BSA 中）。用1毫升注射器注射溶液会有所帮助。在室温下孵育20分钟。

• 用 PBS 洗涤细胞

• 用 30 µl DAPI (0.1 µg/ml) 3-5 分钟。

• 用 PBS 清洗细胞并应用ibidi封固培养基，直到通道被填满（约 50μl）。ibidi 封固剂以甘油为基础，并含有用于抗褪色的 DABCO。载玻片可存放约4 周。

4.成像

实验例子：

μ-Slide VI 0.4用于获取人 BJ 成纤维细胞的共聚焦图像。用 Drp-1 siRNA 转染细胞并用 MitoTracker Red 染色以观察融合的线粒体。



在 ibidi μ-Slide VI 0.4中培养的人 BJ 成纤维细胞的共聚焦显微镜图像。MitoTracker Red（红色）用于可视化线粒体。图片由土耳其伊斯坦布尔哈里克大学医学院的 Fulya Dal Yontem 提供。

用于肌动蛋白可视化的荧光显微镜

在这个例子中，A549 细胞（肺泡上皮细胞）在 μ-Slide VI 0.4，ibiTreat上培养，以研究促炎刺激对细胞骨架重排的影响。将细胞暴露于内毒素 (LPS) 中 4 小时，并用荧光鬼笔环肽染色以观察细胞收缩和细胞间间隙的出现。



A549 细胞在 μ-Slide VI 0.4、ibiTreat 上生长，暴露于内毒素 (LPS) 4 小时，并用荧光鬼笔环肽染色以检测细胞肌动蛋白（红色）。40 倍放大倍率。图片由美国弗吉尼亚州里士满弗吉尼亚联邦大学的 Bernard Fisher 提供。